1. Introducción
Alrededor del mundo se han desarrollado productos a partir de extractos vegetales como soya, maní y sésamo; principalmente bebidas y precipitados proteicos (Stanbury y otros, 1995; Sicherer, 2000). A pesar de esto, los productos sustitutos con base vegetal presentan una baja aceptación debido a su sabor (Nnam, 2003). Por ende, se ha optado por la fermentación para desarrollar sabores más agradables y mejorar las propiedades reológicas con el fin de aumentar la aceptabilidad (Chan y Beuchat, 1992). Adicionalmente, la fermentación consigue disminuir y en varios casos eliminar los factores anti-nutricionales que restan calidad nutricional a los alimentos con base vegetal (Reddy & Pierson, 1994).
En la actualidad, la soya y sus derivados se constituyen como la principal opción vegetal en el mercado por su versatilidad y sus características nutricionales. Sin embargo, el 0.4 % de la población infantil presenta alergia a los productos que contienen esta leguminosa (Bock, 1987). En consecuencia, se han empezado a usar extractos vegetales diferentes a la soya, entre ellos, recientemente, la quinoa (Chenopodium quinoa), que ha hecho su aparición en el mercado internacional y ecuatoriano siendo una de sus cualidades su contenido proteico entre 13.8 y 21.9 % dependiendo de la variedad usada (Rojas y otros, 2006). Este pseudocereal se comercializa actualmente en productos procesados como fideos de pasta corta, sopa instantánea, bebidas malteadas, expandidos y tempeh (Mazón y otros, 2009).
El valor nutricional de la quinoa es superior al de la soya y demás alimentos tradicionales con base vegetal. Esto se debe principalmente a que la composición de aminoácidos del pseudo-cereal está considerada muy cercana a la ideal (FAO/WHO, 2013). Es así, que su calidad nutricional en cuanto a proteínas rivaliza incluso con las encontradas en la leche (Maldonado, 2010; Rojas y otros, 2010).
Entre las fracciones proteicas principales de la quinoa se encuentran las albúminas y globulinas conocidas por su elevada calidad proteica (Ishimoto & Monteiro, 2010). Sin embargo, estas presentan factores anti-nutricionales como inhibidores de proteasas y lectinas, que tienen un efecto negativo en la digestibilidad y disponibilidad de los aminoácidos (Vega-Gálvez, y otros, 2010). Por consiguiente, es necesario un método para eliminar o reducir estos componentes. Está demostrado que la fermentación con diferentes especies de bacterias y hongos reduce o elimina los factores anti nutricionales y componentes tóxicos de los alimentos con base vegetal (Reddy & Pierson, 1994).
Añadido a los beneficios antes mencionados, cabe destacar que, si se usan cultivos probióticos para la fermentación, estos traerán efectos beneficiosos a quien los consuma (Schrezenmeir & Vrese, 2001; Brown & Valiere, 2004). El término probiótico se refiere a la preparación de un producto alimenticio con microorganismos definidos (principalmente Lactobacilos y Bifidobacterias) en cantidades suficientes, de tal manera que tengan un efecto sobre la flora intestinal del consumidor. Está demostrado que el consumo de cultivos probióticos inhibe el crecimiento de bacterias negativas para el organismo como Clostridium difficile, ayudando a normalizar la función digestiva, regenerar la flora intestinal y reforzar el sistema inmunológico, más aún si el consumo de probióticos está acompañado de una dieta adecuada y ejercicio físico regular (Gill y Prasad, 2008; Gorbach, 2000).
El aporte de la quinoa en cuanto a calidad nutricional es importante; sin embargo y contradictoriamente, no existe un producto que aproveche estas características y las combine con aquellas ventajas que se obtienen mediante la fermentación en un producto líquido. Esta situación se podría explicar, en parte, por la dificultad que representa el desarrollo de acidez en extractos vegetales a través de la fermentación.
Existe evidencia que los extractos vegetales por sí solos no cumplen los requerimientos físico-químicos necesarios para el desarrollo de bacterias como las encontradas en el yogur. Esta limitación tiene origen en la concentración de azúcares y/o fuentes de nitrógeno presentes en los extractos vegetales, que por lo general es baja e insuficiente para el desarrollo de bacterias como las del yogur. Por ejemplo, se ha demostrado que L. bulgaricus no puede crecer en el extracto hidrosoluble de soya a menos que se adicionen azúcares como la fructosa; aun así, algunos investigadores han reportado la incapacidad de los cultivos tradicionales del yogur para producir ácido láctico (Beuchat y Nail, 1978). Sin embargo, es un obstáculo que se puede superar con el empleo de aditivos que permitan a crear condiciones adecuadas para la fermentación (Martensson y otros, 2001).
Se han estudiado varios sustratos para el desarrollo de acidez en extractos vegetales, en especial azúcares, siendo los más sobresalientes: la sacarosa, la glucosa, la fructosa y la lactosa. A más de ello, estudios previos realizados en extracto hidrosoluble de maní muestran que el desarrollo de bacterias ácido lácticas también depende del tipo de cepa (Bucker y otros, 1979). Por lo que además de la adición de azúcares (sacarosa y fructosa), se requiere el uso de bacterias ácido lácticas diferentes a las empleadas en el yogur tradicional (Martensson y otros, 2001).
Finalmente, es conocido que los productos obtenidos a partir de los extractos vegetales presentan una gran inestabilidad y una subsecuente separación de fases y precipitación (Bucker y otros, 1979). Sin embargo, este obstáculo puede ser superado usando espesantes y estabilizantes.
Es por ello que el objetivo del estudio fue desarrollar una bebida fermentada que se asemeje al yogur en sabor y textura, obtenida a partir del extracto hidrosoluble de quinoa bajo la acción de cultivos acidófilos (Streptococcus thermophilus, Lactobacillus bulgaricus) y cultivos probióticos (Bifidibacterium lactis, Lactobacillus acidophilus).
2. Materiales y Métodos
2.1. Materia Prima
Se empleó quinoa germinada (Chenopodium quinoa variedad tunkahuan) adquirida del proveedor local (Supermaxi - Corporación La Favorita C.A, Ecuador), cultivo acidófilo (YO-FAST 88) compuesto de los microorganismos: Streptococcus thermophilus, Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus. Lactobacillus acidophilus y Bifidobacterium; estabilizante (CCM-725) compuesto de almidón modificado, carragenina y pectina adquiridos en Descalzi S.A. Quito, Ecuador. Goma xanthan, sacarosa, fructosa, sorbato de potasio, bicarbonato de sodio (La casa del Químico, Quito, Ecuador), agua potable y pulpa de maracuyá adquiridos de proveedor local (Supermaxi - Corporación La Favorita C.A, Ecuador).
2.2. Preparación del extracto de quinoa
Partiendo de 1000 g de quinoa se requirieron 2 litros de agua para el remojo, 4 litros de agua más 1 g de bicarbonato para la cocción y 5 litros para el licuado, para obtener aproximadamente 4000 g de extracto hidrosoluble. El procedimiento se detalla en la Figura 1.
2.3. Preparación de la bebida fermentada
A 100 g de extracto hidrosoluble de quinoa se adicionaron 0.02 g de cultivo acidófilo, 0.10 g de estabilizante y 0.01 g de sorbato de potasio. Para el factor en estudio goma de xanthan, se empleó 0.30 %, 0.40 % y 0.50 %. Para el caso de la relación sacarosa:fructosa se fijaron 3 g en proporciones 90:10, 70:30 y 50:50 respectivamente. Los valores de ambos factores se establecieron en base a información bibliográfica (Almendariz y Bolaños, 2012; Matersson otros, 2001) y pruebas preliminares. El procedimiento de preparación se detalla en la Figura 1.
Fig. 1:
Proceso de preparación del extracto y bebida fermentada de quinoa.
2.4. Diseño Experimental
El estudio se realizó aplicando el diseño completamente al azar con un arreglo factorial 32 con tres repeticiones. Siendo la goma xanthan y la relación sacarosa:fructosa los factores bajo estudio.
2.5. Variables de respuesta
2.5.1. Separación de fases
El método aplicado se desarrolló con base en pruebas preliminares y bibliografía disponible (Guinee y otros, 2000). Se tomaron 11 mL de bebida fermentada a 12oC y se sometió la muestra a centrifugación (centrifuga Centra GP8F, rotor 210) a 2252 gravedades por dos horas. Al finalizar, se midieron los mL de sobrenadante (calibrador digital Truper CALDI-6MP ±1mm). Se empleó la Ecuación 1.
2.5.2. Acidez
Se aplicó el método descrito en la norma NTE INEN 2395:2011
2.5.3. pH
Se aplicó el método descrito en la norma NTE INEN 325.2002
2.5.4. Viscosidad
Mediante el uso de un viscosímetro (Brookfield Digital Viscosieter Modelo DV II RV spinle 02 y 20 rpm) se analizaron las muestras bajo los siguientes parámetros establecidos en pruebas preliminares: temperatura de 20oC con un tiempo de 5 minutos para la estabilizar la lectura. Los datos se promediaron y expresaron en centipoise (cP).
2.6. Análisis Estadístico
Se aplicó el análisis de varianza (ANOVA) y la prueba de Tukey (α=0.05). Para el análisis de la variable separación de fases, se transformaron los datos a escala logarítmica (Sánchez, 2012) debido a la gran diferencia entre los datos obtenidos de los tratamientos con 0.3 % de goma en comparación con 0.4 % y 0.5 %.
2.7. Ponderación de las variables
Con el fin de determinar el mejor tratamiento, se designó el valor de 4 a la variable más importante seguida de una calificación de 3, 2 y 1 para las respectivas variables siguientes. Debido a la seguridad microbiológica se asignó como atributo más importante al pH (<4.5), seguido de la viscosidad como atributo deseable en el producto (>1000 cP) establecido en base a bibliografía (Almendariz y Bolaños, 2012). En tercer lugar, se designó a la separación de fases (<1 %) al ser un problema frecuente en bebidas fermentadas (Bucker y otros, 1979) seguida de la acidez (≥0.3 %) debido a que este factor puede ser corregido fácilmente luego de la fermentación.
2.8. Otros aspectos
Estudio de vida útil: se aplicó el modelo de degradación cinética y la ecuación de Arrhenius. Las muestras fueron almacenadas a 4oC, 19oC, y 35oC. Se determinó la acidez (% ácido láctico) como indicador de deterioro.
Cuantificación de cultivo añadido: se realizó la cuantificación de bacterias acido lácticas (LAB) en placas petrifilm, el resultado fue contrastado con el valor de referencia en norma NTE INEN 2395:2011 de 107 UFC/g (suma de microorganismos que comprenden el cultivo definido para cada producto: yogur).
Análisis Proteico: se siguió el protocolo AOAC 955.04D aplicando el método Kjeldahl.
Evaluación Sensorial: se saborizó a la bebida fermentada con pulpa de maracuyá (v/v 20 %) y sacarosa (p/v 7 %). Se realizó una prueba de nivel de agrado a 62 jueces consumidores (Witting, 2001) (15-35 años, 28 mujeres, 40 hombres). Cada juez recibió 50 mL de la muestra a 4oC±1oC. Se aplicó una escala hedónica de 5 puntos, y se calculó la media de la sumatoria de las calificaciones para el análisis de datos.
3. Resultados y Discusión
El análisis de los resultados (Tabla 1 y Tabla 2) demostró que existió diferencia significativa entre los tratamientos, un efecto significativo del factor A (relación sacarosa:fructosa) para las variables: acidez, pH y viscosidad; del factor B (porcentaje de goma xanthan) para todas las variables bajo estudio, así como de la interacción de ambos factores .
Tabla 1
Resumen de los resultados del ANOVA para todas las variables de respuesta
*p<0.05
Tabla 2
Resumen de los resultados de cada variable de repuesta y cada tratamiento
1Los superíndices indican los resultados de la prueba de Tuckey, p<0.05.
*Factor A: relación sacarosa:fructosa
**Factor B: porcentaje de goma xanthan
3.1. Acidez y pH
El mayor efecto se observó en la relación sacarosa: fructosa (factor A), al ser la acidez producto de la fermentación de los azúcares disponibles en el extracto (Afaneh y otros, 2011; Dong y otros, 2005; Iancu y otros, 2010). La acidez de los tratamientos 1, 2, y 3 fue superior a la de los tratamientos 7, 8 y 9 (Tabla 2) a pesar de que se esperaba lo contrario ya que éstos últimos al tener mayor cantidad de fructosa podían ser mayormente fermentados por L. bulgaricus (Jiménez y otros, 2003). Esto posiblemente se debe a que el S. thermophilus al tener la habilidad de descomponer la sacarosa en glucosa y fructosa por su actividad invertasa (Courtin y Rul, 2003) pudo contribuir a que L. bulgaricus actúe sin necesidad de mayores cantidades de fructosa en la formulación. Adicionalmente, el proceso de germinación de la quinoa eleva el contenido de azúcares reductores debido al fraccionamiento de carbohidratos. Por ejemplo, el almidón en glucosa o maltosa (Álvarez & Cecilia, 2013). Dichos azúcares son, junto con la sacarosa, son fermentados por L. acidophilus (Kullen, y Klaenhammer, 1999), contribuyendo al incremento de la acidez sin la necesidad de adicionar fructosa.
A su vez, la acidez del producto es el resultado del nivel de concentración del extracto líquido. En este caso al emplearse una relación de agua:quinoa de 5:1 se reduce la concentración de sustratos disponibles, lo que ocasiona la dilución del ácido formado. Es así como en un estudio de una bebida fermentada obtenida a partir de maíz dulce se encontró que una relación de agua:maíz de 2:1 resultó en un producto con 1.1% de acidez (Supavititpatana y otros, 2010). En otro estudio se encontró que una bebida fermentada de soya con una relación de agua:soya de 4:1 alcanzó un nivel de acidez del 0.47 %, mientras que otras bebidas más diluidas alcanzaron valores menores al 0.38 % (Quicazán y otros, 2001).
Respecto al otro factor, porcentaje de goma xanthan, el efecto significativo se explica por la acción de Bifidobacterium. Así, se ha encontrado que estas bacterias podrían fermentar los polisacáridos naturales, entre ellos la goma xanthan (Bolado y Acedo, 2006).
Todos los tratamientos presentaron un pH dentro de los rangos reportados para productos fermentados tales como el yogur común (Luquet, 1993) y bebidas vegetales fermentadas (pH <4.50) (Opara, y otros, 2013) (Tabla 2). Al existir una relación entre pH y acidez, los resultados obtenidos en pH se podrían explicar parcialmente con los argumentos previamente mencionados en acidez. Sin embargo, para la variación de pH existen otros factores a considerar. Por ejemplo, se conoce que los alimentos de procedencia animal poseen una alta capacidad amortiguadora (que ayuda a mantener un pH estable) mientras que los alimentos de procedencia vegetal no. Por ejemplo, en una bebida fermentada de soya-maíz se alcanzó una acidez del 0.06% mientras que el pH disminuyó a 4.00-4.50 (Moses, 2012).
3.2. Separación de Fases y Viscosidad
Los tratamientos con 0.40 % o 0.50 % de goma xanthan presentaron mayor estabilidad (Tabla 2). Estos tratamientos fueron centrifugados por 6 horas adicionales al tiempo estándar del método (2 horas) y no hubo cambios cuantificables en este parámetro.
Los resultados se explicarían debido a la interacción de la goma xanthan junto con el almidón (presente en el estabilizante) ya que su acción conjunta resulta más eficaz que al ser empleados individualmente (Torres, 2011). Por otro lado, la quinoa empleada para la elaboración del extracto líquido también presentaría un aporte propio de almidón que a la vez sirve como espesante y estabilizante natural (Torres, 2011; Álvarez & Cecilia, 2013).
Si bien la mayor separación de fases se observó en los tratamientos con 0.3 % de goma xanthan, el producto al ser almacenado a 4oC por un período de un mes no presentó separación, por lo que incluso este porcentaje sería suficiente para la estabilidad.
En cuanto a la viscosidad, el mayor efecto sobre este parámetro lo generó la adición de goma xanthan (factor B) ya que los niveles de goma xanthan empleados afectaron significativamente las características reológicas del producto. De esta manera, se constata lo demostrado en estudios anteriores, que existe una relación directamente proporcional entre el incremento de la cantidad de goma xanthan y la viscosidad (Torres, 2011). Por consiguiente, se obtuvo un incremento en la viscosidad de los tratamientos 3, 6 y 9 (con 0,50 %). Estos resultados son similares a los obtenidos en bebidas fermentadas similares de soya, lupino y de avena (Martensson y otros, 2002).
El efecto del factor A podría explicarse por la formación de exopolisacáridos. El cultivo Yo-Fast 88 usado para la fermentación contiene L. delbrueckii ssp bulgaricus cepa conocida por su capacidad de sintetizar exopolisacáridos en medios ricos en glucosa (Martenssony otros, 2000). Si bien no hay glucosa directamente disponible, la acción sinergística de S. thermophilus desdoblaría la sacarosa en glucosa y fructosa (Courtin y Rul, 2003) y contribuiría a la síntesis de exopolisacáridos que aumentan la viscosidad.
3.3. Ponderación
La ponderación de las variables (Tabla 3) dio como resultado la elección del tratamiento 3 como el mejor. Si bien el tratamiento 9 es muy cercano al tratamiento 3, no se eligió al mismo ya que este contenía una mayor cantidad de fructosa y por ende representaba incrementos en sus costos de elaboración, además de que los resultados del diseño experimental demostraron que no es estrictamente necesaria la adición de este azúcar.
Tabla 3
Ponderación de los tratamientos.
*Tratamiento con mayor puntaje.
3.4. Otros aspectos
La evaluación sensorial del tratamiento tres dio como resultado una media de 3.23 puntos en la escala hedónica de 5 puntos (Tabla 4). El resultado de esta media se ubica en la escala hedónica (Tabla 3) entre las opciones: “Me gustaría y tomaría de vez en cuando” y “Tomaría si estuviera disponible pero no me esforzaría para esto”.
Tabla 4
Características Finales de la Bebida Fermentada
*Realizado al final de la vida útil (≥107 acorde a la Norma NTE INEN 2395:2011)
**De la bebida fermentada saborizada en base a intención de compra
El conteo de microorganismos cumplió con lo establecido por la norma NTE INEN (Tabla 4). El análisis de proteínas resultó en un contenido de 9g/200g comparable con los yogures comerciales. El tiempo de vida útil determinado fue 75 días a 4°C, pero con el fin de dar un margen de seguridad se reporta la vida útil como 70 días para una temperatura de almacenamiento de 4oC.
4. Conclusiones y Recomendaciones
Se elaboró una bebida fermentada mediante extracto hidrosoluble bajo la acción de cultivos acidófilos, con un nivel de aceptabilidad de 3.25/5 evaluado en jueces consumidores. Se determinó el procedimiento y la mejor la formulación para obtener una bebida fermentada a base de quinoa, siendo esta la del tratamiento 3 (90:10 sacarosa:fructosa y 0.5 % de goma xanthan p/p). La formulación final incluye extracto líquido de quinoa, cultivo acidófilo, sacarosa, goma xanthan, estabilizante, sorbato de potasio, pulpa de maracuyá, y sacarosa. El producto alcanzó un tiempo de vida útil estimado de 70 días a 4 °C en donde los cultivos acidófilos son viables y bajo la Norma INEN. El producto obtenido tiene un potencial nutricional importante, pues una porción de 200 g de bebida fermentada de quinoa aportaría, 9 g de proteínas.
Se recomienda realizar el estudio con niveles superiores a 0.5 % de goma xanthan para observar los cambios en la viscosidad del producto en caso de que se desee obtener una bebida fermentada de características más espesas, ya que la bebida obtenida presenta características de yogur bebible. También se recomienda adicionar en la formulación del producto otros tipos de azúcares por ejemplo glucosa para observar su efecto sobre la acidez final. A la par, variar las relaciones de agua:quinoa para incrementar la concentración de nutrientes disponibles para los cultivos acidófilos.
Finalmente, estudiar otras opciones para mejorar el sabor del producto, incluyendo la adición de pulpas de otras frutas y saborizantes artificiales.
